| Probenmaterial | 10 ml menschliches Buffy Coat |
| Isolationsverfahren | Nicht-magnetisch mit 280µl CD14 S-pluriBead® anti-human oder 300µl M-pluriBead® anti-human |
| Ertrag | ~6 * 10^6 S-pluriBead® oder ~12 * 10^6 M-pluriBead® |
| Vitalität | >92% (Trypanblau-Färbung) |
| Reinheit | ~97% |
Probenmaterial zweimal mit mitgeliefertem Washing Buffer (PBS + 0,05 % BSA und 2 mM EDTA, pH 7,4) waschen, um lösliches CD14 zu reduzieren. Geben Sie pluriBead CD14 zur Isolierung von Monozyten in das Probenröhrchen und inkubieren Sie 20 Minuten auf einem pluriPlix oder Wisch-Rollmischer.
Nach der Isolierung resuspendieren Sie die Zellen in 1ml RPMI 1640-Medium (+10 % FCS und 1x Pen/Strep) und bestimmen die Zellzahl. Für die Kultivierung von Monozyten in einer 24-Well-Zellkulturplatte werden 1 Mio. Zellen pro Well verwendet und mit 1ml Monozyten-Kulturmedium (RPMI 1640 + 10 % FCS, 1x Pen/Strep, 2000 U/ml GM-CSF und 200 U/ml IL-4) bei 37 °C und 5 % Kohlenstoffdioxid inkubiert.
Nach 24h wird das Medium entfernt und 1ml frisches Monozyten-Kulturmedium zugegeben. Dann werden die Zellen für weitere 4 Tage kultiviert. Nach insgesamt 5 Tagen werden die Zellen mit 100ng/ml LPS für weitere 24h stimuliert. Die aktivierten Zellen werden dann mit Trypsin entfernt und die Reifungsrate zu dentritischen Zellen aus Monozyten wird durch Fluoreszenzanalyse von CD1a, CD14 und CD83 nachgewiesen.
Fluoreszenzanalyse von reifen dentritischen Zellen CD11a+, CD14+, CD83+
CD14+ Zellen nach Isolierung in Kultur, Reifung von Monozyten zu dendritischen Zellen nach 5 Tagen Kultur mit GM-CSIF/IL-4 und Stimulation mit LPS
Zellseparation aus Deutschland 
